Problèmes de maintien de la viabilité cellulaire dans un système d'imagerie de cellules vivantes pendant l'imagerie

L'imagerie de cellules vivantes est un outil analytique important dans les laboratoires qui étudient les disciplines de recherche biomédicale, telles que la biologie cellulaire, la neurobiologie, la pharmacologie et la biologie du développement. L'imagerie de cellules et de tissus fixés (pour lesquels le photoblanchiment est le problème majeur) nécessite généralement une intensité d'éclairage élevée et un temps d'exposition long ; cependant, ceux-ci doivent être évités lors de l'imagerie de cellules vivantes. La microscopie de cellules vivantes implique généralement un compromis entre l'obtention d'une qualité d'image et le maintien de cellules saines. Par conséquent, pour éviter une intensité d'éclairage élevée et un temps d'exposition long, les résolutions spatiales et temporelles sont souvent limitées dans une expérience. L'imagerie de cellules vivantes implique une large gamme de méthodes d'imagerie à contraste amélioré pour la microscopie optique. La plupart des recherches utilisent l'un des nombreux types de microscopie à fluorescence, et celle-ci est souvent combinée à des techniques de lumière transmise, qui seront abordées ci-dessous. Les progrès continus des techniques d'imagerie et de la conception de sondes fluorescentes améliorent la puissance de cette approche, garantissant que l'imagerie de cellules vivantes continuera d'être un outil important en biologie.

Il est important de s'assurer que les cellules sont en bon état et fonctionnent normalement lorsqu'elles sont placées sur la platine du microscope avec éclairage en présence de fluorophores synthétiques ou de protéines fluorescentes. Les conditions dans lesquelles les cellules sont maintenues sur la platine du microscope, bien que très variables, déterminent souvent le succès ou l'échec d'une expérience.

Différents milieux de culture cellulaire sont disponibles en fonction des besoins biochimiques particuliers des cellules. Les milieux de culture contiennent divers constituants, notamment des acides aminés, des vitamines, des sels inorganiques (minéraux), des oligo-éléments, des constituants d'acides nucléiques (bases et nucléosides), des sucres, des intermédiaires du cycle de l'acide tricarboxylique, des lipides et des coenzymes. Dans les milieux de culture tissulaire, une étape importante consiste à contrôler la concentration en oxygène, le pH, la capacité tampon, l'osmolarité, la viscosité et la tension superficielle. Les formulations de milieux disponibles dans le commerce incluent souvent un colorant indicateur (par exemple, le rouge de phénol) pour déterminer visuellement la valeur approximative du pH. Un système tampon au dioxyde de carbone et au bicarbonate pour réguler le pH est nécessaire pour presque toutes les lignées cellulaires. Les cellules doivent être cultivées dans une atmosphère contenant une petite quantité de dioxyde de carbone (généralement 5 à 7 %) dans des incubateurs pour contrôler la concentration de gaz dissous. Pour l'imagerie de cellules vivantes, une atmosphère appropriée avec du dioxyde de carbone peut être difficile à fournir, et cela nécessite généralement des chambres de culture spécialement conçues pour une atmosphère régulée. Les besoins en oxygène peuvent varier selon les lignées cellulaires, mais les niveaux normaux de tension atmosphérique en oxygène conviennent à la plupart des cultures. En ce qui concerne l'osmolarité, la plupart des lignées cellulaires ont une grande tolérance à la pression osmotique, avec une bonne croissance à des osmolarités comprises entre 260 et 320 milliosmolaires. Lorsque les cellules sont cultivées dans des cultures en plaques ouvertes ou dans des boîtes de Petri, un milieu hypotonique peut être utilisé pour faire face à l'évaporation.